Victorio Morand1, Alejo Ruiz2, Andrés Madias2 y Sergio Uhart3

1 GTD, Chacra Sacháyoj
2 Sistema Chacras, AAPRESID
3 Asesor Privado – Miembro Chacra Sacháyoj

El complejo de achaparramiento del maíz es producido por tres patógenos, Corn Stunt Spiroplasma (CSS), Fitoplasma (Maize Bushy Stunt, MBS) y Virus del rayado fino (MRFV), que pueden estar presentes en forma individual o combinada y son transmitidos por Dalbulus maidis, (Sabato de Oliveira, 2019). Se tratará principalmente CSS, dado que su frecuencia de aparición en Argentina es 10 a 20 veces superior a la de MBS y MRFV. El achaparramiento del maíz producido por Spiroplasma es una enfermedad que afecta al cultivo en zonas tropicales y subtropicales, reduciendo significativamente su rendimiento, con mermas que llegan a superar el 70%. En Argentina se presenta principalmente en el NOA y NEA, con énfasis en el O Salteño, NE Santiago del Estero y O del Chaco, abarcando un área de un millón de has, con probabilidad de alta frecuencia, incidencia y severidad. El agente causal es una bacteria procariota motil que no tiene pared celular (Mollicute), denominada Spiroplasma kunkelli Whitcomb, la cual se aloja en el floema (Whitcomb et al., 1986). Este patógeno es diseminado de una planta a otra, solo a través de un insecto vector, Dalbulus maidis, del orden Hemíptera, comúnmente denominado “chicharrita”. La enfermedad pone en jaque la sostenibilidad de la producción de los miembros de la Chacra Sacháyoj, ubicada en noreste de Santiago Del Estero, donde el maíz ocupa un rol fundamental en la salud de los suelos gracias a sus aportes de carbono al sistema.  La Chacra Sacháyoj tiene la finalidad de reducir la brecha de rendimientos a través del conocimiento de los ambientes, en un marco de sustentabilidad, desarrollando localmente la zona.

La presencia del vector fue documentada en 1948 en Tucumán (Oman, 1948), señalándose su presencia mayoritariamente por encima del paralelo 30º S (Virla et al, 1990; Gimenez Pecci et al, 2002) aunque su difusión ha llegado hasta Buenos Aires. El primer reporte de la enfermedad a nivel mundial fue en la década del 40 en Estados Unidos (Alstatt, 1945) mientras que en Argentina el primer caso informado de la enfermedad fue en la campaña 93/94 en las provincias de Tucumán y Santiago del Estero (Lenardon et al., 1993). La primera epidemia se registró en 1998 (Giménez Pecci et al., 2002), con valores de prevalencia cercana o mayor a 50% en 2000, 2001, 2002, 2003 y 2007 (Gimenez Pecci, 2016). Desde entonces la enfermedad ha ido en retroceso hasta la campaña 2017/18, cuando nuevamente se registraron importantes porcentajes de prevalencia en el noreste Santiagueño y Oeste de Chaco. Druetta et al. (2018), determinaron para esa campaña que 6 de cada 10 lotes evaluados en el Este Santiagueño presentaban la enfermedad, valores de prevalencia que no se registraban desde la campaña 2007.

En la actualidad, la enfermedad se ha convertido en una de las principales preocupaciones de los productores del NEA y NOA. Tal es así, que advertir la presencia del vector se ha vuelto uno de los principales objetivos del monitoreo durante los primeros estadios del cultivo de maíz.

El vector

Al igual que muchos virus y viroides, el patógeno es transmitido de una planta de maíz enferma a una sana, a través de insectos de la familia Cicadellideae (orden Homóptera), conocidos vulgarmente como “chicharrita” (Nault, 1980). Ésta se alimenta con su aparato picador-suctor, introduciendo al patógeno causante de la enfermedad (Spiroplasma kunkelli Whitcomb) en el floema de las plantas sanas. El único vector conocido en Argentina es Dalbulus maidis De Long y Walcott (Giménez Pecci et al.,2002), un pequeño insecto de 3-4 mm de longitud de apariencia traslucida color amarillo, con las alas más largas que el abdomen de color crema y dos puntos oscuros en el vértice de la cabeza (Casuso, 2017) (Fig. 1).

Fig. 1 Adultos de Dalbulus maidis. Foto del Ing. Agr. Alejandro Ramos, integrante de la Chacra Sacháyoj por Suri Yaco SRL.

 

El vector tiene al menos cinco generaciones en el norte argentino, que se desarrollan entre los meses de noviembre y mayo. Asimismo, su población fluctúa en función de la temperatura, incrementándose cuando llega el verano (Virla et al., 2003).  La chicharrita atraviesa el invierno como adulto en estado de latencia, utilizando como refugio plantas de maíz “guacho” o plantas nativas, principalmente gramíneas (Sabato Oliveira et al., 2018a; Sabato Oliveira et al., 2018b, Moya-Raygoza et al., 2017). En noviembre, coloniza rápidamente los lotes de maíz tempranos debido a su buena capacidad de traslado, aunque su densidad poblacional suele ser baja para ocasionar grandes perjuicios en esta época (Virla et al., 2003). Los picos poblacionales y, en consecuente la mayor incidencia, se dan en lotes de maíz tardíos sembrados en los meses de diciembre y enero, práctica muy común en la zona donde se encuentra la Chacra Sacháyoj (Druetta et al., 2018a).

Existe un tiempo necesario de incubación de la enfermedad de alrededor de 20 días, desde que el vector adquiere el patógeno a través de la alimentación hasta que se vuelve infectivo (Nault, 1980). Si bien en general los lotes maíz tempranos no sufren grandes ataques, podrían constituir “puentes verdes” en los cuales la plaga incrementa su población para después infestar en gran número y de manera temprana lotes tardíos donde ocasionan los mayores daños productivos y económicos (Da Costa et al., 2019; Virla et al., 2003) (Fig. 2) En Brasil, donde Spiroplasma se ha convertido en un problema recurrente de los productores, algunos autores señalan la convivencia del maíz temprano o “safra” con el maíz tardío o “safrinha” sembrado en febrero después de soja (proporción 40: 60 de ambas siembras) como el puente verde que permite a la plaga incrementar su densidad poblacional y desarrollar su ciclo a lo largo de todo el año (Sabato de Oliveira, 2019; Da Costa et al., 2019).

Fig. 2. Incidencia de la enfermedad Corn stunt (Spiroplasma) y rendimiento de maíz (kg ha-1) para diferentes fechas de siembra en el estado de Tocantins, Brasil (adaptado de Da Costa, 2019).

 

La infección con Spiroplasma comprende las siguientes etapas (Jeffers, 2009)

1) Periodo de adquisición: es el tiempo que necesita la chicharrita para alimentarse de la planta infectada y adquirir el patógeno. Con 5 a 7 días de alimentación en la planta enferma se obtienen mayores niveles de adquisición de la enfermedad.

 2) Periodo de latencia: es el tiempo desde que la chicharrita se alimenta de la planta enferma hasta que es capaz de transmitir la enfermedad a una planta sana, lapso que varía entre 21 a 28 días, dependiendo de la temperatura.

 3) Periodo de transmisión: es el tiempo que la chicharrita necesita alimentarse de una planta sana para infectarla. En promedio 5 a 7 días son suficientes para lograr el más alto porcentaje de transmisión. Para híbridos susceptibles 1 a 2 días suelen ser suficientes

 4) Manifestación de los síntomas: los síntomas ocasionados por Spiroplasma aparecen entre los 21 y 30 días después de infectada la planta, pero esto depende de la variedad de maíz y de la temperatura.

Sintomatología

El período de mayor susceptibilidad a la infección es durante los estadios iniciales del cultivo, específicamente entre emergencia y V12. Sin embargo, los síntomas no se hacen visibles hasta avanzado el ciclo, aproximadamente en R4 (Casuso, 2017). Las plantas afectadas pueden presentar una serie de síntomas que se expresan con mayor o menor intensidad dependiendo de la susceptibilidad del híbrido, el momento de infección y las condiciones ambientales, principalmente temperatura (Druetta et al., 2019).

Algunos síntomas son: acortamientos de entrenudos, enrojecimiento del ápice o márgenes de las hojas, infertilidad de las espigas y aparición de múltiples espigas con escaso o nulo cuaje de granos. (Fig. 3) (Sabato de Oliveira, 2019). Igualmente, el síntoma característico de la enfermedad es la presencia de estrías cloróticas que comienzan desde la base de la hoja avanzando hacia la parte media (Druetta et al, 2019; Nault, 1980). En ausencia de dicho síntoma, por más que la planta cumpla con todos los anteriores, se recomienda realizar pruebas de laboratorio para confirmar la enfermedad.

Trabajando con plantas enfermas, Oliveira et al. (2002) encontraron que la expresión de síntomas foliares varía entre amarillamiento, enrojecimiento e intensidad del enrojecimiento según genotipo y estado fenológico, siendo el llenado de grano el momento de mayor expresión de los mismos.

Fig 3. Síntomas de Spiroplasma en la zona de Sacháyoj: a la izquierda hojas rojizas, entrenudos cortos y múltiples espigas; a la derecha infertilidad de la espiga. Fotos Alejandro Ramos y Victorio Morand.

Efectos en el rendimiento

En la literatura se citan pérdidas de rendimiento que van desde un 30% a un abrumador 90% (Virla et al., 2004; Maurino et al., 2010, Da Costa, 2019) lo cual pone en evidencia el potencial de daño de la enfermedad. En un trabajo realizado por Oliveira et al (2002) se encontraron reducciones del 10% en la altura y 50% en el peso seco de granos en plantas infectadas con Spiroplasma (Fig. 4).

Las diferencias de pérdidas de rendimiento encontradas por diferentes investigadores posiblemente se deban a la cantidad y complejidad de factores que intervienen en la enfermedad, como son, la presencia de la bacteria, la presión del vector, el “solapamiento” de ciclos de los cultivos, la susceptibilidad del genotipo empleado, las condiciones ambientales, el tiempo de incubación de la enfermedad, el estadio fenológico del cultivo y las medidas de control aplicadas.

Estrategias de manejo

Similar a otros virus y viroides, se deben considerar una estrategia de manejo integrado:

1.- Resistencia/tolerancia genética

En lo que respecta a la utilización de híbridos tolerantes al achaparramiento, se sabe y está documentado que existen diferencias en la respuesta de los distintos genotipos frente a la enfermedad (Da Costa, 2019; Carpane, 2007; Oliveira et al., 2002; Sierra-Macias et al., 2010).

Varias empresas de semillas cuentan con germoplasma tolerante y marcadores moleculares que permiten identificar la presencia de los genes responsables en los diferentes cultivares. En Brasil ya ha sido liberados híbridos de alta tolerancia a CSS.

En este sentido, en Red NEA de maíz de Aapresid se está evaluando esta susceptibilidad entre diferentes genotipos a CSS y su impacto en el rendimiento. Para estimar esta susceptibilidad se propuso una escala visual con puntajes de 9 a 1, que se describe a continuación resumidamente:

  • Puntaje de 9 a 7: plantas tolerantes, sin síntomas o con síntomas leves en hojas superiores, pero con buena formación de espiga. 9 indica sin síntomas.
  • Puntaje de 6 a 4: plantas medianamente tolerantes, con amarillamiento o enrojecimiento de las hojas, acortamiento de entrenudos, proliferación y malformación de espigas y pérdida de productividad.
  • Puntaje de 3 a 1: plantas susceptibles, con amarillamiento o enrojecimiento de las hojas, acortamiento de entrenudos, proliferación y malformación de espigas, muerte de plantas y pérdida total de rendimiento.

A partir del relevamiento se estimará la incidencia (proporción de plantas con afecciones) y la severidad del daño en esas plantas que mostraron afecciones. En la presenta campaña la incidencia fue variable entre sitios y a modo de ejemplo se muestren en la Tabla 1 datos de dos sitios donde hubo impacto de la enfermedad. En estos sitios con incidencia, se observan comportamientos diferenciales entre genotipos, aunque es importante aclarar que los niveles de severidad registrados fueron leves dentro de la escala planteada (entre 6 y 8; datos no mostrados). En Bandera, donde hubo mayor incidencia, cabe destacar que la observación de los síntomas fue tardía en el ciclo y se estima podría afectar solamente el peso de los granos.

Tabla 1: Incidencia de Corn stunt (Spiroplasma) en ECR de híbridos en Bandera y Sacháyoj en la campaña 2019/20.

 

Híbrido

Bandera (LM) – Inc (%)

Sacháyoj  – Inc (%)

B 510 PWU

65

0

DK 7220 VT3P

40

3

DM 2771 VT3P

80

0

DM 2772 VT3P

45

0

NEXT 22.6 PWE

40

0

NEXT 25.8 PWU

65

3

NS 7818 VIP3

70

0

NS 7917 VT3P

60

0

P 2089 VYHR

90

17

P 2353PWU

70

0

 

2.- Monitoreo y control de vectores con insecticidas en semilla y follaje

El vector puede ser controlado mediante dos alternativas: la utilización de terápicos de semillas y pulverizaciones durante los primeros estadios vegetativos del cultivo. La primera opción permite controlar el insecto con productos sistémicos que protegen al cultivo desde la emergencia hasta V3-V4, perdiéndose su efecto residual cuando la planta todavía se encuentra en riesgo de ser infectada. En un experimento realizado por Oliveira et al. (2008) los insecticidas imidacloprid y thiametoxan aplicados como curasemillas tuvieron una eficacia de control del vector del 70% a los treinta días de aplicados, pero redujeron rápidamente su efectividad pasado este período de tiempo.

Para la segunda alternativa, en nuestro país al día de la fecha no hay productos registrados para el control de Dalbulus maidis, pero si existen productos registrados para otro Cicadéllido llamado Delphacodes kuscheli, vector de MRCV (Virus del mal de Rio Cuarto) (Tabla 2). Algunos autores advierten de que un buen control del vector no asegura el control de la enfermedad, ya que la chicharrita puede alimentarse de varias plantas antes de morir como consecuencia de la aplicación o pueden ingresar al lote insectos infectados provenientes de campos vecinos (Sabato de Oliveriras, 2019; Casuso, 2017), por lo que es posible que no se logre reducir la incidencia del achaparramiento en el lote, aun cuando se ha logrado disminuir considerablemente la población del vector.

Tabla 2: Dosis y formas de uso recomendadas de diferentes principios activos registrados para el control de Delphacodes kuscheli (vector de MRCV) (adaptado de CASAFE, 2019 y Pioneer, 2019)

Principio activo

Dosis

Uso

Fipronil + Lambdacialotrina

87,5 cm3 ha-1

Emergencia del coleoptile y repetir la misma dosis a los 5 días.

Gammacialotrina

 

30 cm3 ha-1

Durante la emergencia del coleoptile y repetir la misma dosis a los 5 días.

Lambdacialotrina

PC 25% CS: 35 cm3 ha-1

PC 5% CS: 170 cm3 ha-1

PC 5% ec: 175 cm3 ha-1

Emergencia del coleoptile y repetir la misma dosis a los 5 días.

 

Imidacloprid

PC 60%: 500-750 cm3/qm PC 70%: 430 – 640 g/qm

Como curasemillas.

Bifentrin + Imidacloprid*

PC 5% + 25%: 400 cm3 ha-1

Aplicaciones foliares.

*Producto no registrado en Argentina.

Algunos de los productos recomendados en Brasil como tratamiento de semillas se detallan a continuación en la Tabla 3.

Tabla 3: Tratamientos de semilla recomendados en Brasil para control de Dalbulus maidis (adaptado de Pioneer, 2019).

Producto

Grupo químico

Ingrediente activo (i.a.)

Concentración de i.a.

Dosis

Fabricante

CropStar

Neonicotinoide+metilcarbamato de oxima

Imidacloprid + Tiodicarb

150 g/L+450 g/L

15 ml/Kg

Bayer

Cruiser 350 FS

Neonicotinoide

Tiametoxam

350 g/L

6 ml/Kg

Syngenta

Derosal Plus

Benzimidazol + Dimetilditiocarbamato

Carbendazim + Tiram

150 g/L+350 g/L

2 ml/Kg

Bayer

Poncho

Neonicotinoide

Clotianidina

600 g/L

4 ml/Kg

Bayer

Saluzi 600 FS

Neonicotinoide

Imidacloprid

600 g/L

8 ml/Kg

Rotam

 

3.- Fortalecimiento de la planta con productos biológicos

El uso de bioestimulantes de sistema inmune (antioxidantes, fosfitos, etc) y del crecimiento de las plantas al igual que de biofertilizantes ayuda a reducir el impacto de CSS sobre el rendimiento del cultivo. También productos que generan repelencia del vector son útiles en el control de esta enfermedad.

4.- Control biológico

Si bien su uso no se encuentra difundido, existen trabajos que presentan como alternativa el uso de hongos entomopatógenos para el control del vector Dalbulus maidis (Ribeiro, 2019); así como también se citan varios parasitoides de huevos o ninfas y predadores de la chicharrita (Igarzabal, 2017).

Además de estas medidas, también se recomienda evitar puentes verdes controlando maíz guacho y malezas hospederas en los lotes y alambrados y concentrando fechas de siembra. Otra alternativa no muy empleada aún, es la siembra anticipada en borduras para atraer a los vectores y controlarlos químicamente (cultivos trampa).

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